Ранние представления об РНК-белковых взаимодействиях

 

РНК-связывающие структурные мотивы в белках

 

Изучение свойств РНК-связывающих белков привело к обнаружению в этих белках ряда и консервативных мотивов. Их открытие позволило начать классификацию РНК-связывающих белков, исходя из их структурных особенностей, а также предсказывать РНК-связывающие свойства белков [8]. В настоящее время выделяют следующие основные мотивы:

1) РНП (ribonucleoprotein) мотив - наиболее распространён, состоит из двух коротких последовательностей РНП1 (октамер) и РНП2, разделённых примерно 30 аминокислотами [17].

2) S1 мотив – в состав входит пять антипараллельных b-тяжей. Ряд консервативных ароматических и заряженных аминокислот, расположенных в петле между тяжами b1 и b2, в середине b2, в конце b3 и в повороте между b4 и b5 находятся поблизости друг от друга и, вероятно, формируют РНК-связывающий участок домена [10].

3) Домен холодового шока – состоит из пяти b-тяжей с РНП-последовательностью, расположенной в одном из тяжей и структурно очень схож с S1 мотивом [38].

4) КН мотив – содержит стабильную baabba структуру.[11] Точная роль мотива в РНК-связывании неизвестна.

5) Мотив DSRM – имеет abbba топологию. Возможный участок связывания находится в петле между b-тяжем и С-концевой a-спиралью [9].

6) RGG мотив – содержит 20-25 аминокислот и обычно имеется в комбинации с РНК-связывающими мотивами других типов. Он состоит из близкорасположенных поворотов Arg-Gly-Gly (RGG), расположенных среди других, часто ароматических аминокислот [8].

7) Мотив ARM – состоит из 10-20 аминокислот с большим количеством аргинонов. Встречается в вирусных и фаговых белках.

8) Домены с «цинковыми пальцами» - содержит последовательности СХ4СХ12НХ3-4Н и соответствующее число ионов цинка, связанные цистеинами и гистидинами [17].

9) Другие РНК-связывающие мотивы. Существует ряд других консервативных последовательностей, не имеющих гомологии с уже перечисленными мотивами. Например, мотив белка-аттенюатора триптофанового оперона из B. subtilis. [2].

 

Взаимодействия белков с тРНК

 

Вопрос о том, как аминоацил-тРНК-синтетазы достигают высокой специфичности в узнавании тРНК, вероятно, был одним из первых серьёзно изучаемых вопросов в проблеме РНК-белковых взаимодействий. Чтобы взаимодействовать со всеми компонентами трансляционного аппарата, все тРНК должны иметь достаточно схожую трёхмерную структуру, что значительно затрудняет для каждой из 20 синтетаз выбор своих изоакцепторных тРНК из пула тРНК клетки. В связи с этим, возможности к дискриминации весьма ограничены и, в основном, сведены к узнаванию нуклеотидов в специфических позициях.

К настоящему времени определены элементы узнавания для 19 из 20 синтетаз. Оказалось, что они неодинаковы для разных синтетаз. Большинство этих ферментов узнаёт одну или более из трёх следующих детерминант:

1) по меньшей мере, один нуклеотид в антикодоне;

2) одну или более из последних трёх пар нуклеотидов акцепторного стебля;

3) так называемое «дискриминаторное» основание между акцепторным стеблем и ССА концом.

Кроме того, по крайней мере, 8 синтетаз используют и другие отличительные признаки.

Элемент узнавания может влиять на специфичность аминоацилирования тРНК, потому что он узнаётся «правильной» синтетазой (позитивный элемент) или потому что предотвращает взаимодействие с «не своей» синтетазой (негативный элемент). Негативный элемент может маскировать присутствие позитивных элементов [32]. Яркой иллюстрацией этого факта являются наборы из трёх элементов специфичности около ССА конца тРНК для аланина, гистидина и глицина. Каждая детерминанта является позитивным элементом для одной или двух синтетаз и негативным для остальных [19].

Несмотря на выполнение одной и той же реакции аминоацилирования, синтетазы могут осуществлять различное связывание с субстратом реакции – тРНК, причём элементы узнавания тРНК не всегда являются уникальными, а могут иметь структурное сходство с другими классами белков.

 

Взаимодействия белков с матричными РНК

 

Механизм мРНК-белковых узнаваний является, пожалуй, наименее изученным вопросом в проблеме РНК-белковых взаимодействий, в виду отсутствия структур, решённых с достаточно высоким разрешением (исключение - комплекс L30-мРНК).

Однако, опираясь на данные полученные методом ядерного магнитного резонанса было сделано предположение, что основную роль в процессе мРНК-белкового узнавания играют приведённые ранее консервативные мотивы. Например, RNP1 и RNP2 (белок U1A), домен холодового шока и гидрофильный С-концевой домен с чередующимися кластерами отрицательно и положительно заряженных аминокислотных остатков (Y-box-белки).

 

Взаимодействия белков с рРНК

 

Взаимодействия белков с рРНК очень сильно отличаются от взаимодействий белков с ДНК и тРНК. Места связывания белков на ДНК и тРНК характерны наличием специфической эволюционно консервативной последовательности нуклеотидов, замена которых приводит к сильному ослаблению или исчезновению взаимодействий [1]. Предположение об определяющей роли последовательности нуклеотидов в РНК-белковом узнавании, основанное на исследованиях комплексов белков-репрессоров с ДНК и изучении аминоацил-тРНК-синтетаз, оказывается некорректным применительно к рРНК-белковым комплексам. Поскольку структура ДНК регулярна, именно последовательность оснований, а не конформация остова, определяет специфичность связывания. Подобное же можно сказать о комплексах аминоацил-тРНК-синтетаз с соответствующими тРНК, поскольку пространственные структуры тРНК однотипны и специфичность узнавания зависит именно от последовательности оснований в определённых участках молекулы тРНК.

рРНК, в отличие от ДНК и тРНК, содержит много нерегулярных участков, и рибосомные белки могут опознавать специфические конформации, образованные сахарофосфатным остовом таких участков. Места связывания рибосомных белков на рРНК можно разделить на две группы [18]. К первой относятся двухцепочечные спирали длиной до 40 нт, содержащие выпетливания (loops) или выпуклости (bulges), которые или искажают структуру спиралей нормальной А-формы, образуя уникальные конформации, опознаваемые белком, или же сами формируют места связывания. Вторая группа включает домены рРНК, имеющие сложную пространственную структуру, взаимное расположение сегментов которой стабилизируется рибосомными белками.

Для поиска предполагаемых мест РНК-белкового связывания в молекулах рибосомных белков используют две концепции:

1. Наличие кластеров эволюционно консервативных положительно заряженных или ароматических аминокислотных остатков в структурах белков может служить указанием на функциональную важность данной области молекулы при взаимодействии с рРНК;

2. Способность рибосомных белков к специфическим перекрестным взаимодействием с рРНК из эволюционно удаленных организмов позволяет использовать сравнение структур гомологичных белков для локализации возможных мест связывания рРНК и говорить о консерватизме пространственной структуры РНК-белкового интерфейса [31].

Дополнительно используют модификации белка генно-инженерными или биохимическими методами, которые заключаются в замене или химической модификации аминокислотных остатков или же в удалении части полипептидной цепи с последующей проверкой константы связывания.

 

Современные методы исследования РНК-белковых взаимодействий

 

Биохимические методы

 

К биохимическим методам относятся определение констант связывания на фильтрах, подвижность в геле и центрифугирование в градиенте сахарозы.

Связывание на фильтрах

 

Является стандартно используемой методикой для определения РНК-белковых взаимодействий и оценки константы связывания. Принцип данного метода основан на способности нитроцеллюлозных фильтров удерживать белки, а также связанные РНК, пока несвязанные РНК проходят через фильтр. Несмотря на свою концептуальную простоту, метод всё же не является достаточно надёжным и не подходит для изучения некоторых РНК-белковых комплексов: он хорошо работает для сравнительно небольших молекул РНК, большие же молекулы РНК-белковых комплексов часто не удерживаются.

Методика заключается в том, что эквимолярные количества радиоактивной РНК смешиваются с белком в различной концентрации и фильтруются через нитроцеллюлозные фильтры. В идеале при высокой концентрации белка должно удерживаться до 100% РНК, в действительности же этот процент значительно меньше. Кроме того, белковые фракции также могут не удерживаться фильтром. Например, при анализе взаимодействия белка L18 с 5S рРНК было обнаружено, что эффективность связывания комплекса 5SрРНК-L18 составляла 35% при удержании 65% белка L18, и < 5% для свободной 5S рРНК. Тем не менее, точность измерения не зависит непосредственно от эффективности задерживания.

На оценку эффективности связывания влияют многие параметры, и они должны быть оптимизированы для каждого конкретного случая:

Буфер: Повышение концентрации солей уменьшает эффективность связывания. Для большинства комплексов концентрация одновалентных ионов должна составлять около 150 mM, чтобы гарантировать специфичность связываться.

Температура: Низкая температура увеличивает эффективность связывания.

Скорость подачи буфера и условия промывки: скорость подачи буфера должна быть постоянной (одной и той же) в каждом эксперименте. Неспецифическое удержание несвязанного РНК на фильтре можно уменьшать интенсивной промывкой, но зачастую это ведёт и к снижению специфической сорбции в целом. Поэтому для некоторых комплексов применяется промывка небольшим объёмом, в то время как для других комплексов наилучшие результаты получаются при промывке большими объёмами.

Ренатурация РНК: хорошо известно, что разные препараты РНК дают различную эффективность связывания. Тщательная ренатурация уменьшает вариабельность между этими препаратами [23].

 

Подвижность в геле

 

Оценка подвижности в геле основана на различии в подвижности между свободными РНК и РНК-белковыми комплексами при их миграции в нативном полиакриламидном геле. Возрастающий размер комплекса, а также небольшой положительный заряд связанных с белками нуклеиновых кислот вызывает различие в их подвижности.

Метод позволяет напрямую оценить стехиометрию РНК-белкового комплекса. Если связывается более чем один белок, то видны дополнительные сдвиги (supershifts) в мобильности РНК. При добавления антител, эту особенность можно использовать для идентификации белков в комплексе, когда для образования комплекса используются неизвестные препараты белка.

Основная проблема выполнения данной методики – это выбор условий, обеспечивающих специфическое РНК-белковое связывание. Главное при этом - выдержать высокую концентрацию солей (300-500 mM NaCI или KC1), но при этом надо учитывать, что высокая концентрация соли зачастую увеличивает и процент диссоциации комплекса при электрофорезе. Таким образом, концентрация солей должна быть оптимизирована в зависимости от конкретного эксперимента. Многие эксперименты по определению подвижности в геле РНК-белковых комплексах изучаются в 50 mM трис-глициновых буферах, а, например, специфические комплексы Escherchia coli требуют по крайней мере дополнительного добавления 150 mM Na  и 5 mM Mg .

Если комплекс чувствителен к повышению солевой концентрации, неспецифическое связывание может быть уменьшено добавлением носителя РНК [23].

 

⇐ Предыдущая1234Следующая ⇒

Поделиться: