| 13.04.15
14.04.15
15.04.15
16.04.15
17.04.15
18.04.15
20.04.15
21.04.15
22.04.15
23.04.15
24.04.15
25.04.15
27.04.15
28.04.15
29.04.15
30.04.15
1.05.15
2.05.15
| Первый день практики я начала с ознакомления лабораторией и правилами безопасности в ней.
Структура микробиологических лаборатории:
· Приемная
· Стерилизационная (автоклавная)
· Средоварочная( с боксом)
· Бокс (с предбоксником)
· Моечная
· Лабораторная комната
· Бытовая комната
Затем приступила к работе в средоварочной и в автоклавной.4 дня практики я провела в этих отделах и выполняла следующие действия.
Работа в средоварочной.
Цель: Ознакомиться с правилами поведения и работы в лаборатории, режимом дезинфекции различных объектов, техникой автоклавирования, работой в средоварочной и приготовлением питательных сред.
Бактериологические лаборатории при СЭС имеют целью:
-исследовать объекты внешней среды (воздух, воду, почву, продукты питания на степень обсемененности патогенной и условно-патогенной санитарно-показательной микрофлорой в соответствии с НД;
-обследование коллективов и отдельных лиц на носительство патогенных бактерий кишечной группы, менингококка, каринобактерий дифтерии.
Основной задачей работы в баклаборатории в комплексе с другими отделами СЭС является- оздоровление внешней среды и снижение заболеваемости населения.
Требование безопасности перед началом работы
1.Перед началом работы, сними личную одежду, надень халат, застегни все пуговицы, при необходимости надень головной убор, тапочки.
2.Подготовь рабочее место своё и врача. Проверь исправность рабочего места, наличие дез. средств.
Требование безопасности во время работы
3.При проведении бактериологических исследований соблюдай следующие правила:
-банки и пробирки, содержащие материал обтирай дез. раствором и ставь на металлические подносы или в штативы;
-работу с инфицированным материалом проводи с помощью инструментов (пинцетов, пипеток);
-не касайся руками исследуемого материала;
-не соприкасайся руками с конденсатом воды в засеянных чашках;
-не проводи переливание инфицированных жидкостей из сосуда через край;
-не проводи засасывание ртом инфицированной жидкости в пипетки;
-не оставляй на рабочих столах, по окончании работы, не фиксированные мазки, чашки Петри и пробирки с культурами и другую посуду с инфицированным материалом;
-при работе со спиртовкой не наливай спирт в неё, не потушив спиртовку, т.к при наливании спирта выделяемые пары могут воспламениться;
-спиртовка должна иметь металлическую трубку и шайбу для фитиля, при их отсутствии может быть воспламенение паров спирта внутри резервуара и взрыв спиртовки;
-предметные стекла, пипетки, шпатели погружай на 1 сутки в 3 % р-р хлорамина;
-чашки Петри и пробирки с посевами помещай в биксы;
-не допускай доставки инфицированного материала в баклабораторию в хозяйственных сумках и пакетах, требуй доставки его в биксах, футлярах и специальных ящиках.
4.При работе с электронагревательными приборами строго соблюдай следующие правила:
-содержи в чистоте электроплиты и не допускай попадания на них кислоты и других реагентов;
-включай в сеть электронагревательные приборы с соответствующим прибору напряжением, следи за их исправностью;
-при прекращении подачи электрического тока выключи электронагревательные приборы;
-постоянно следи за заземлением электронагревательных приборов (при его повреждении немедленно сообщи зав. лабораторией);
-вновь установленный или отремонтированный электронагревательный прибор включай только с разрешением электрика;
-включать в сеть электронагревательный прибор (дистиллятор, сушильный шкаф, термостат, автоклав и т.д) с неисправным видимым заземлением запрещается;
5.При работе с дистиллятором соблюдай следующие правила:
-не оставляй включенный дистиллятор без присмотра;
-следи за наполнением водой бутыли;
-в случае прекращения поступления воды в водопроводной сети немедленно выключи дистиллятор.
6.Не принимай пищу на рабочем месте.
Требование безопасности по окончании работы
7.После окончания работы применяй следующие способы дезинфекции:
-заключённые в 0, 06 % р-ре деохлора 0, 5 % р-ре лизоформина 3000 и дезопрева, 1, 5 % р-ре лизоформин «Специаль» предметные стекла, пипетки, шпатели отдай для кипячения и мойки;
-биксы с патогенным материалом отдай для автоклавирования при 2 атм. В течение 30 минут, затем для мытья;
-поверхность рабочих столов обработай 0, 06 % р-ром диохлора, 0, 5 % р-ром лизоформина 3000 иди дезопрева, 1, 5 % р-ром лизоформин «Специаль»;
-руки обработай 70-градусным спиртом или 0, 015 % р-ром деохлора, 0, 25 % р-ром лизоформина 3000 или дезопрев с последующим мытьем водой с мылом;
-бокс обработай с помощью бактерицидных ламп в отсутствии персонала.
Требование безопасности в аварийных ситуациях
8.При возникновении аварийных ситуаций немедленно известить о случившемся заведующею лабораторией и врача на группе. Провести обработку помещения, оборудования, предметов а также сомообезвреживание открытых участков кожи лица, рук (обработать 70 % р-ром спирта), рот прополоскать 0, 5 % р-ром соды, в нос закапай 1-2 капли 1 % проталгола);
-до проведения обезвреживания персоналу не разрешается покидать помещение, где произошла авария.
9.Поверхности стола, пола, стула, загрязненного инфекционным материалом зале 0, 06% р-ром деохлора 0, 5 % р-ром лизоформина 3000 или дезопрева 1, 5 р-ром лизоформин «Специаль».
10.Стены, боковые поверхности мебели, инвентаря, приборов и аппаратов тщательно обработай дез.раствором.
11.Все загрязненные мелкие предметы, инструменты погрузи в бак с дез.раствором.
12.Загрязненную одежду сними и замочи в дез.растворе.
13.Загрязненную обувь обмой тампонами, смоченными в дез.растворе.
14.Все дезинфекционные мероприятия производить пинцетами.
15.Младший персонал привлекай к уборке по окончании дезинфекции.
16.При попадании на кожу кислот поврежденное место промой большим количеством воды, затем пораженный участок кожи обработай 5 % р-ром соды.
17.При попадании на кожу щелочей промой ее водой, а затем 4% раствором уксусной кислоты или 2 % раствором борной кислоты.
18.При попадании щелочей и кислот на одежду немедленно нейтрализуй пораженное место водным раствором аммиака, соды или кислоты.
19.При попадании в глаза кислоты или щелочи необходимо обильно промыть глаза водой и обратиться за медицинской помощью.
20.При термических ожогах обработай обожженное место спиртом или 3-5 % раствором марганцовокислого калия, мазью от ожогов.
21.При пожаре позвони 101, поставь в известность зав. лабораторией и выполни следующие требования:
-закрой окна, фрамуги;
-отключи электрические приборы;
-вынеси из помещений лабораторий горючие жидкости;
-приступи к пожаротушению.
Техника автоклавирования
1.Перед работой проверила исправность всех частей и притертость кранов.
2.Через воронку, укрепленную снаружи котла, до верхней метки дозомерного стекла заливаю дист.воду, чтобы не образовалась накипь. Кран под воронкой закрыла;
3.В стерилизационную камеру, в специальный контейнер поместила стерилизуемый материал. Предметы погрузила не слишком плотно, т.к пар должен свободно проходить между ними;
4. Крышку закрыла и болтами привинчиваю к корпусу автоклава, закручивала попарно крест-накрест;
5.Открыла до отказа выпускной кран, соединяющий стерилизационную камеру с наружным воздухом. Необходимо, чтобы весь воздух был вытеснен из автоклава, т.к показания манометра не будут соответствовать температуре автоклава;
6.Появление непрерывной сильной струи пара указывает на полное удаление воздуха из автоклава, после этого выпускной кран закрываю, и давление автоклава начинает повышаться;
7.По истечении времени стерилизации, нагрев автоклава прекращается, пар выпускаю через выпускной кран. Когда стрелка манометра опускается до нуля, открываю крышку на себя, чтобы избежать ожогов паром.
Техника безопасности при работе с автоклавом. Строго воспрещается:
-оставлять без присмотра автоклав в рабочем состоянии,
-доливать воду в котел через воронку при наличии давления в камере,
-открывать крышку автоклава при наличии давления в камере,
-производить ремонт частей и механизмов автоклава при наличии давления,
-определить неисправность и производить ремонт электрической части автоклава, находящегося под напряжением,
-эксплуатировать автоклав без заземления
-включать в сеть при отсутствии или недостаточного количества воды.
Цифровой отчет:
Автоклавирование -1
Знакомство с лабораторей – 1
Приготовление сред – 30
Знакомство с техникой безопасности -1
Второй день практика. Цель второго дня практики: готовить основные питательные среды: МПА, МПБ, 1% пептонную воду, кровяной и сывороточный агар, ЖСА, КТА, КБА; дифференциально диагностические среды (Эндо, Левина, Плоскирев, висмут сульфит агар); среды обогощения (селенитовый, магниевый бульоны, 6, 5% солевой бульон) и среды для выращивания анаэробов (Вильсон Блер, Китт-Тароцци).
Питательные среды необходимы для выращивания микробов в лабораторных условиях.
Среды должны быть:
1.Питательные, т.е содержать все необходимые питательные вещества для жизнедеятельности микробов;
2.Должны иметь определенную рН, для большинства микробов
рН- слабощелочная;
3.Должны быть стерильными, т.к рост посторонней микрофлоры препятствует росту изучаемых микробов.
Этапы приготовления питательных сред:
1.Посудой предназначенной для приготовления сред нельзя пользоваться в других целях;
2.Варят среды на открытом огне, водяной бане;
3.Большинство сред с установленным рН;
4.Фильтрацию проводят через ватно-марлевый, бумажный или матерчатый фильтры;
5.Различают среды по 3-5 мл, 10 мл в пробирки, флаконы и колбы;
6.Стерилизацию проводят в зависимости от состава и указания в рецепте.
Основные питательные среды: МПА, МПБ, 1% пептонную воду, кровяной и сывороточный агар, ЖСА, КТА, КБА.
МПА (мясопептонный агар):
1. К мясо-пептонному бульону с рН — 8, 2—8, 4прибавляют 3% мелко изрезанного агар-агара и нагревают при постоянном помешивании до полного растворения агара.
2. Вместо испарившейся жидкости доливают горячую дистиллированную воду, кипятят, устанавливают рН и фильтруют в горячем виде через ватно-марлевый фильтр.
3.Разливают в пробирки, колбы и стерилизуют при 120° 20—30 минут.
МПБ (мясопептонный бульон)
1.К 1 л мясной воды добавляют 1г сухого пептона и 5мг хлорида натрия, устанавливают нейтральную рН, кипятят в течение 30 минут.
2.Доводят уровень воды до первоначального объема.
3. Затем фильтруют через бумажный фильтр, окончательно устанавливают насыщенным раствором гидрокарбоната натрия или 10% раствором едкого натра требуемую реакцию.
4. Стерилизуют 15-20 минут при температуре +1200С.
1% пептонная вода.
900 мл – дистиллированной воды.
100 мл – основного пептона.
Разлить во флаконы по 50, 0 мл или в пробирки по 5, 0 мл.
Стерилизовать при 1 атм.- 30 минут.
Примечание! Основной пептон готовится из готового основного сухогопептона в баночках.
Кровяной агар.
1.Расщепляют 14г агара в холодной воде.
2.Эту воду сливают и доливают 900 мл воды, кипятят и добавляют 6 г хлористого натрия.
3. После чего разливают в пробирки по 4 мл в каждую, стерилизуют и к охлажденному до 50° жидкому агару добавляют в каждую пробирку по 2 мл стерильной кроличьей крови.
4.Скашивают, дают остыть и оставляют на 24 часа при 37°. Посевы делают в конденсационную воду.
Сывороточный агар.
1.Одну часть сыворотки человеческой крови, подогретой до 40°.
2.Смешивают с двумя частями нагретого до 45° мясо-пептонногоагара, хорошо смешивают.
3.Разливают в бактериологические чашки.
Питательная среда для определения токсигенности дифтерийных микробов сухая ( коринотоксиагар) КТА.
Состав: Панкреатический гидролизат минтая, натрия хлорида, натрия карбоната, агар(рН 7, 6 – 8, 4)Способ приготовления: 1. 34, 0 гр. среды размешать в 1 л дист.воды. Кипятить 3 мин. до полного расплавления агара.Среду разлить в стерильные флаконы мерно.Стерилизовать автоклавированием, при t° - 110°C в течение 30 мин.После автоклавирования и охлаждения до 45-50°С, добавить 20% сыворотки крови КРС или сыворотки лошадиной нормальной, перемешать и разлить в стерильные ч. Петри.
Коринебакагар. Питательная среда для выделения коринебактерий. КБА.
Состав: Панкреатический гидролизат рыбной муки, стимулятор роста гемофильных микроорганизмов, натрий хлористый, глюкоза, агарСпособ приготовлениям: 44, 0 гр. Размешать в 1 л дист.воды.Кипятить не более 2 мин. до полного расплавления агара.Залить мерно во флаконы и стерилизовать автоклавированием приt° - 121°С, в течение 15мин.Охладить до t – 45 - 50°С.Добавить в асептических условиях 2%-ый р-р теллурита калия из расчета 12, 5 мл р-ра на 1 л основы, тщательно перемешать.Разлить в стерильные ч. Петри слоем 5 -6 мм. После застывания чашки со средой подсушить в асептических условиях в течение 40 – 60 мин.
Дифференциально – диагностические среды: Эндо, Левина, Плоскирева, висмут сульфит агар.
Эндо
Состав: ПГРМ, ЭКД, натрий хлористый, натрий сульфит без водный, натрий фосфат двузамещенный, лактоза, фуксин основной, агар, натрий углекислый рН – 7, 5 Способ приготовления: 40, 0 г препарата размешать в 1 л дист.воды.
Прокипятить 3 мин. до полного расплавления агара, профильтровать и сново довести до кипения.
Среду остудить до 45 - 50 °С. Разлить в ч. Петри подсушить в термостате при t° - 37°C в течение 40 – 60 мин.
Среда чувствительна к свету.
Питательная среда с эозин – метиленовым голубым сухая ( Ср. Левина – ГРМ )
Состав: 1. Панкреатический гидролизат рыбной муки, экстракт пекарных дрожжей импортный, D – (+) – лактоза, натрий фосфорнокислый двузамещенный, натрий хлористый, эозин – Н, метилленовый голубой, агар
Способ приготовления: 1.36, 4 гр. среды тщательно размешать в 1 л дист.воды.
2. Кипятить в течение 2 – 3 мин. до полного расплавления.
3. Агар фильтровать через, ватно – марлевый фильтр и автоклавировать при t° - 110° C в течение 20 мин.
4.Стерильную среду охладить до t° - 45° - 50°С.
5. Разлить в стерильные ч. Петри слоем 5 – 6 мм.
Среда предназначена для выделения бактерий рода Shigella и Salmonella. ( Среда Плоскирева)
Состав: Панкреатический гидролиз кильки, натриевые соли желчных кислот, лактоза, натрий фосфорнокислый двузамещенный, натрий лимоннокислый, натрия тиосульфат, йод металлический, натрий углекислый, нейтральный красный, бриллиантовый зеленый
Способ приготовления:
60 гр порошка растворить в 1 л дист.воды.
Тщательно размешать, кипятить 1-2мин.
Разлить в ч. Петри и подсушить в термостате.
Питательная среда для выделения сальмонелл сухая висмут – сульфит агар (ВСА)
Состав: Панкреатический гидролизат рыбной муки, экстракт пекарных дрожжей, висмут лимоннокислый, Глюкоза, железо сернокислое, натрий сернистокислый, натрий хлористый, натрий фосфорнокислый двузамещенный, бриллиантовый зеленый, агар, натрий углекислый
Способ приготовления:
1.49, 5 гр. сухой питательной среды размешать в 1 л дист.воды.
2. Довести до кипения и кипятить при постоянном помешивании в те5чение 2 -3 мин. до полного расщепления агара.
3. Затем охладить, взболтать, разлить в ч. Петри слоем 4 мм.
4. Подсушить на рабочем столе с открытыми крышками в течение 90 – 100 мин. при комнатной температуре.
3.Среды обогащения. Селенитовый, магниевый бульоны, 6, 5% солевой бульон.
Селенитовый бульон.
Состав:
Панкреатический гидролиз казеина, а- Д- лактоза, натрия гидроселенит (без теллура), натрий гидрофосфат, калий дигидрофасфат
Способ приготовления:
21, 0 г препарата размешивают в 1 л дист.воды
Нагреть до t° - 55.°С в течение 1- 2 мин.
Разливают по 9, 0 мл в стерильные пробирки.
Магниевый бульон. Предназначен для накопления сальмонелл.
Способ приготовления: г препарата растворить в 1 л дист.воды.
2.Кипятить 1 – 2 мин.
3. При необходимости профильтровать.
4. Стерилизовать при t° - 112°C в течение 20 мин.
Питательная среда для выделения стафилококка, 6, 5 % элективный солевой бульон.
Состав:
ПГРМ, ЭКД, натрий углекислый, натрий хлористый, агар
Способ приготовления:
1.113, 3 гр препарата размешать в 1 л дист.воды.
2. Кипятить 2 – 3 мин. до полного расщепления.
3. Профильтровать и стерилизовать автоклавированием.
4.Среды для выращивания анаэробов. Вильсон Блер, Китто – Тароцци.
Способ приготовления:
1.К 100мл стерильного расплавленного и охлажденного до 80% щелочного 3% МПА
2. Доливают 10 мл 20 % свежеприготовленного р-ра натрия сульфита и 1 мл 8% р-ра железа хлорида, приготовленного на стерильной воде.
3. Среду разливают в пробирки высоким столбиком.
Цифровой отчет:
Приготовила среды –
МПА -15
МПБ- 15
1% пептонную воду, кровяной и сывороточный агар-20, 20, 15
ЖСА-19
КТА-19
КБА-10
Дифференциально диагностические среды (Эндо, Левина, Плоскирев, висмут сульфит агар)-17, 15, 20, 25
Среды обогощения (селенитовый, магниевый бульоны, 6, 5% солевой бульон) -10, 10, 20
Среды для выращивания анаэробов (Вильсон Блер, Китт-Тароцци)-25, 25.
Третий день практики.В третий день я фильтровала, разливала питательные среды в пробирки, флаконы и чашки, определяла pH питательных сред, стерильность питательных сред, так же закладывалала на хранение сухие и жидкие питательные среды.
Разлив питательных сред в пробирки, чашки Петри и во флаконы.
Приготовление скошенного агара. Пробирки с 4—5 мл стерильной расплавленной агаровой среды укладывают в наклонном положении (примерно под углом 20°) После того как среда застынет, пробирки ставят вертикально — дают стечь конденсату. Лучше употреблять свежескошенный агар. Разливают среды в пробирки (по 3—5 мл или по 10 мл), флаконы, колбы, матрицы, бутылки чашки Петри. Разливают среды с помощью воронки. Для мерного разлива применяют мензурки, бюретки, дозаторы, шприцы-пипетки. Посуду со средой обычно закрывают ватно-марлевыми пробками, поверх которых надевают бумажные колпачки. Важно, чтобы при разливе среда не смачивала края посуды, иначе к ним могут прилипнуть пробки. К каждой сосуде обязательно прикрепляют этикетку с названием среды и числом её приготовления.
Разлив агаровых сред в чашки Петри. Среды перед разливом расплавляют на водяной бане и остужают до 45—50°С. Обычно для чашки диаметром 9 см достаточно 15—20 мл среды (высота слоя 0, 25—0, 3 см). Разливают среды в стерильные чашки в асептических условиях. Чашки ставят крышкой вверх. Сосуд со средой берут в правую руку, держа его у огня. Левой рукой вынимают пробку, зажав ее мизинцем и ладонью. Обжигают горлышко сосуда и двумя пальцами левой руки слегка приоткрывают крышку. Вводят под нее горлышко флакона, не прикасаясь им к краю чашки. Наливая среду, следят, чтобы она равномерно распределилась по дну чашки. Если при разливе на поверхности среды образуются пузырьки воздуха, к ним до того, как среда застынет, подносят пламя спички или горелки — пузырьки лопнут. Затем чашку закрывают и дают среде застыть.
Определение рН питательных сред.
Установление рН сред ориентировочно производят с помощью индикаторных бумажек.
Определение стерильности питательных сред.
Контроль готовых сред. Для контроля стерильности среды ставят в термостат на 2 суток, после чего их просматривают. Если на средах не появятся признаки роста, их считают стерильными и передают для химического контроля.
Хранение сухих и жидких питательных сред.
Хранят среды при комнатной температуре в шкафах, желательно специально для них предназначенных. Некоторые среды, например, среды с кровью и витаминами, хранят в холодильнике.
Цифровой отчет:
Разлила в чашки Петри-22
Разлила в пробирки-50
Разлила во флаконы-20
Определение рН питательных сред-50
Определение стерильности питательных сред-50
Хранение сухих и жидких питательных сред-50
Четвертый день практики. В течении этого дня я готовила дезинфецирующие растворы: 1-3 % растворы хлорамина, 3-6 % растворы перикиси водорода, лизоформина и др. Изучала их применение, сроки использования, меры предосторожности при приготовлении. Приготовила дезинфицирующее средство «Дезхлор»
Режим дезинфекции различных объектов растворами средства «Дезхлор»
| Объекты обеззаражива-ния
| Концентра-ция по активностив %
| Время обез-заражива-ния в минуту
| Способ обез-заражива-ния
| Количество таблеток на 10литров
| | Поверхности в помещениях, мебель
| 0, 015
|
| Протирание или орошение
|
| | Посудабез остатков пищи
| 0, 015
|
| Погружение
|
| | Посуда с остатками пищи
| 0, 1
|
| Погружение
|
| | Санитарно-техническое оборудование
| 0, 06
|
| Погружение
|
| Цифровой отчет:
Приготовление дез.средств-3
Пятый день практики. Практический день начался в 9 часов в регистратуре.
Цель: Ознакомление с кабинетом регистратуры, прием и регистрация анализов. Взятие материала на кишечную группу, на носительство стафилакокка, дифтерии и холеру(форма №30) Подготовка биологического субстрата (кровь, ликвор, кал, моча, отделяемое из ран, ушей, влагалища, уретры, рвотные массы, промывные воды, мокроту, ) к бактериологическому исследованию и первичный посев на питательные среды.
Я ознакомилась с кабинетом. Также ознакомилась с журналами:
Выписываются результаты:
· Кал на УПМ, дисбактериоз.
· Кал на патогенную микрофлору.
· Биологический материал на патогенную микрофлору и на УПМ.
· Материал из зева и носа на дифтерию, на менингококки, на коклюш и паракоклюш.
· Кровь на серологию.
В каждом анализе обязательно указывается дата забора.
После этого у нас был прием: кала, мочи, мазков из зева и носа. Я самостоятельно производила нумерацию и дату забора. Я самостоятельно под контролем лаборанта регистрировала анализы в журналы, затем на данные анализы выписывала протоколы.
После ознакомления с устройством кабинета и ведущейся документацией я приступила к взятию материала на кишечную группу:
Популярное:
|
